EVOLUTION DE LA QUALITE DE L'EAU DANS LES SYSTEMES D'ALIMENTATION EN EAU POTABLE
ETUDE DE CAS DU RESEAU DE BOUZNIKA - MAROC

Enabdallah . S *, El Mghari. T. M *, Echihabi. L *
Office National de l’Eau Potable *
ONEP
6 bis, Rue Patrice Lumunba. Rabat . BP. Rabat-Chellah (MAROC)

I - INTRODUCTION

De nombreux travaux de recherche sont actuellement consacrés à l’étude de l’évolution de la qualité physico-chimique et biologique de l’eau potable lors de son transit dans les réseaux de distribution.

Cette évolution est due essentiellement à la prolifération bactérienne au dépend de la matière organique dissoute qui, en fonction des conditions prévalants dans le réseau de distribution, conduisent inévitablement à des modifications dans les caractéristiques physico-chimiques et biologiques de l’eau notamment par la corrosion des conduites et l’apparition de goûts et odeurs. (1), (2), (3).

La prolifération de micro-organismes très variés qui s’opère dans le réseau principalement au niveau des parois des conduites est à l’origine de ces modifications. La formation de cette biomasse fixée appelée biofilm est contrôlé par trois facteurs : le flux de cellules bactériennes en sortie de station de traitement, le flux de matières organiques biodégradables et la concentration en oxydant résiduel.

Dans ce contexte et afin d’améliorer ces connaissances sur la qualité des eaux, dont il assure la gestion et de couvrir un nouveau champ d’expérimentation sur le biofilm l’Office National de l’Eau Potable (ONEP) a réalisé au Maroc en collaboration avec le Centre International de l’Eau de Nancy (NAN.C.I.E - France ) une étude sur l’évolution de la qualité de l’eau dans les réseaux de distribution dont les objectifs principaux sont de :

Suivre le devenir du chlore

Estimer l’efficacité de la filière de traitement

Suivre l’évolution de la qualité de l’eau potable depuis sa sortie de station jusque chez le consommateur.

Mettre en évidence la formation du biofilm

Évaluer la quantité de bactéries fixées (biofilm)

Essayer d’établir la relation chlore - biofilm.

 

II - MATÉRIELS ET MÉTHODES

II - 1 MATÉRIELS

Le site choisi pour cette étude, comprend 3 parties principales :

- La ressource en eau brute

La ressource en eau brute est constituée par la retenue Sidi Mohammed Benabdellah située à une vingtaine de kilomètres de Rabat.

Cette retenue présente une stratification thermique intense pendant les mois chauds, accompagnée d’une prolifération d’algues dans les couches superficielles et de la désoxygénation des eaux des couches profondes pendant plusieurs mois de l’année.

- Station de traitement du Bou Regreg

Cette station est constituée de 3 unités S1,S2 et S3 de capacités de traitement respectives de 1, 3 , et 5m³ /s .Ces unités de traitement sont de type classique à savoir une préchloration, une coagulation, floculation, décantation, filtration rapide sur sable et post chloration.

- Adduction et réseau de distribution

L’eau produite par les 3 unités (S1,S2,S3) passe par un réservoir dit ouvrage de départ de 1500 m³ de capacité. A partir de ce réservoir, l’eau est transportée dans une canalisation appelée BR1 en béton précontraint de diamètre 1400 mm reliant Rabat à Casablanca. L’écoulement est de type gravitaire , la vitesse de transit est de l’ordre de 1.1 m/s.

Un piquage sur cette canalisation au point BC2 permet l’alimentation d’un réservoir de 2000 m³ qui permet l’alimentation de la ville de Bouznika.

La ville de Bouznika qui compte plus de 21 000 habitants en 1994 est dotée d’un réseau de distribution maillé long d’ environ 32 Km.

Ce réseau comprend 2 parties principales: le secteur ville qui comprend 5 lotissements appelé : Amal, Nbichette,Othmane,Habitat et Communal et le secteur plage. (Cf. Figure 1).

Les prélèvements d’eau ont été effectués à différents niveaux de transit de l’eau (cf. Figure 1) depuis la sortie de la station de traitement jusqu’au niveau du consommateur à la ville de Bouznika, les prélèvements de biofilm au niveau du réseau de distribution uniquement.

Les périodes de travail ont été programmées en fonction de la qualité de l’eau brute de la retenue qui change avec les saisons. Deux campagnes d’analyses d’une durée de 1 mois chacune ont été effectuées respectivement du 05/04/93 au 05/05/93 et du 01/11/93 au 12/12/93.

II - 2 MÉTHODES

Les méthodes d’échantillonnage et d’analyses utilisées sont les méthodes normalisées en usage au Laboratoire Central de l’ONEP.

280 échantillons d’eau et 108 échantillons de biofilm ont été analysées au cours de 2 campagnes d’analyses. Pour chaque prélèvement d ’eau il a été procédé à la mesure de la température, pH, Chlore résiduel libre, turbidité, matière organique dissoute et biodégradable (COD et CODB) et densité bactérienne (flore totale dénombrées par épifluorescence et bactéries hétérotrophes revivifiables). Pour quelques échantillons ponctuels l’analyse des sous produits de chloration (les trihalométhanes :THM) et des métaux (Fe, Mn, Al) a été réalisée. Seules les méthodes d’analyses concernant les principaux paramètres spécifiques utilisées dans le cadre de l’étude sont développées.

II - 2 - 1 Dénombrement des bactéries aérobies cultivables

dans l’eau

Après homogénéisation de l’échantillon, une prise d’essai de 1 mL de l’échantillon pur et sa dilution (10^-1) sont incorporées dans environ 15 mL de gélose nutritive, maintenue en surfusion à environ 44 °C (+ 2°C). Les 2 boites ensemencées (échantillon pur et dilué à 10^-1 ) sont mises à incuber à 22 °C + 1 °C.

Les résultats sont exprimés en nombre moyen d’unités formant colonies par mL d’échantillon (UFC/mL) à 3 et 10 jours.

 

dans le biofilm

Les pastilles de polyéthylènes retirées aseptiquement du réseau de distribution sont placées dans 25 mL d’eau distillée préfiltrée sur une membrane de 0,22µm de porosité . Les bactéries fixées sont récupérées après 2 minutes de traitement par les ultrasons (Sonicateur Vibra cell, équipé d’une micro sonde ). Des dilutions de 10^-1 à 10^-4 sont effectuées et les bactéries cultivables sont dénombrées après ensemencement par la méthode d’ incorporation de 1 mL d’échantillon dans la gélose nutritive comme précédemment décrite pour l’eau. Les résultats sont exprimés en nombre moyen d’unités formant colonies /cm²

 

II - 2 - 2 Dénombrement des bactéries mortes et vivantes

dans l’eau

A une prise d’essai de 9 mL d’échantillon pur sont additionnées 1 mL de DAPI (0.5 µg/mL) et 1mL de triton X100 (0.1%) dans des tubes stériles, préalablement lavés avec de l’Eau Distillée Stérile Apyrogène (EDSA) puis séchés. Après homogénéisation au Vortex pendant 20 secondes et un contact de 10 minutes à température ambiante , le mélange est filtré sous vide au travers d’une membrane en polycarbonate noire de 0.22 µm de porosité. Celle ci est ensuite rincée par filtration de 2x50 mL d’EDSA, séchée sous courant d’air chaud, puis montée entre lame et lamelle et réhydratée à l’aide d’une goutte de glycérine tamponnée.

Pour chaque essai réalisé des témoins de stérilité des réactifs ont été traités en remplaçant le volume d’échantillon par de l’EDSA . L’observation microscopique est effectuée à l’immersion à l’objectif x100 au microscope à épifluorescence. Le DAPI émet une fluorescence bleue lorsque il est excité sous lumière ultra violette à 365 nm.

Le nombre de champs comptés par membrane est en fonction du nombre de bactéries présentes : pour un nombre de bactéries inférieur à 30 , nous comptons 30 champs sont comptés et pour un nombre de bactéries compris entre 30 et 70 seulement 20 champs sont comptés.

Les résultats sont exprimés en cellules par mL . Le calcul du nombre de bactéries s’effectue à partir de la formule suivante :

N/V = N’ x13,85x10⁵/7

N : Nombre de bactéries pour le volume filtré

N’: Nombre de bactéries par champ (moyenne)

13,85 : surface de filtration

10⁵/7 : Inverse de la surface d’un champ (cm^-2)

V : Volume filtré

dans le biofilm

Comme décrit précédemment les pastilles de polyéthylènes retirées aseptiquement du réseau de distribution sont placées dans 25 mL d’eau distillée préfiltrée sur une membrane de 0,22µm de porosité . Les bactéries fixées sont récupérées après 2 minutes de traitement par les ultrasons. 2 mL d’échantillon dilué avec 7 mL d’EDSA sont additionnées de 1 mL de DAPI (0.5 µg/mL) et 1mL de triton X100 (0.1%) dans des tubes stériles, préalablement lavés avec de EDSA puis séchés. La méthode de dénombrement est ensuite identique a celle décrite précédemment pour l’eau. Le calcul du nombre de bactéries est effectué à l’aide de la formule citée précédemment et les résultats sont exprimés en cellules par cm²

II - 2 - 3 Dosage de la matière organique

Le dosage du carbone organique dissous (COD) est réalisé à l’aide de l’analyseur de carbone total. La fraction biodégradable (CODB) est dosée selon la méthode de Joret et Levi 1986 (8) .

Le mélange composé de 300 ml d’échantillon et 100 g de sable issu des filières de la station de traitement est mis en incubation dans des erlenmeyers aérés et à l’obscurité. Le dosage du COD est effectué après 3 et 6 jours d’incubation. La teneur en CODB est évaluée par la différence entre le COD initial et le COD minimal obtenu après incubation.

III - RÉSULTATS

III - 1 Efficacité de la filière de traitement

La filière de traitement a permis pour les 2 périodes d’étude (Cf. Tableau 1) un abattement moyen nettement supérieur à 90 % aussi bien pour la turbidité que pour les bactéries hétérotrophes revivifiables.

Concernant les teneurs en COD et CODB, la filière de traitement a permis des abattements moyens respectifs de 20% et 32% au mois de novembre alors qu’au mois d’avril aucun changement de la teneur en COD n’a été enregistrée après traitement.

 

III - 2 Qualité de l’eau traitée en sortie de station de traitement

L’eau traitée en sortie de station de traitement à une température de 15,6 °C et 21,5 °C respectivement au mois de avril et novembre, contient un grand nombre de bactéries mortes, vivantes, stressées, actives.... On compte un nombre de 44000 à 110 000 cellules dont une petite fraction est vivante et active malgré des teneurs en chlore résiduel non négligeables. (0,70 à 0,90 mg/L).

Concernant le carbone organique dissous biodégradable, principale source de nutriments des micro-organismes, des teneurs non négligeables de l’ordre de 0,44 à 0,46 mg/L sont observés dès la sortie de la station. Ces 0,40 mg/L sont largement suffisantes pour permettre une prolifération bactérienne en sortie de station et au cours du transit de l’eau dans les réseaux.

En conclusion, l’eau en sortie de station de traitement même si elle répond aux normes de potabilité contient tous les éléments nutritifs qui permettent la prolifération bactérienne et ce malgré la présence de teneur en chlore résiduel libre non négligeable.

Au cours du transit de l’eau on note une évolution de tous les paramètres contrôlés. le pH pour sa part subit une très légère modification pouvant s’expliquer par le pouvoir tampon de l’eau.

 

III - 3 Evolution de la qualité physico-chimique et biologique de l’eau au cours du transit (Cf. Tableau 1)

Tableau 1 : évolution moyenne de la qualité physico-chimique et biologique de l’eau

SST : Sortie de Station de Traitement

B.H.R : bactéries hétérotrophes revivifiables

COD : carbone organique dissous et CODB : carbone organique dissous biodégradable

Devenir du chlore :

Dès les premières heures de transit, la concentration du chlore résiduel libre diminue rapidement. Les vitesses de consommation sont respectivement de 0,035 et 0,06 mg Cl₂/L/H pour la première et la seconde campagne d’analyse et ce au niveau de l’adduction.

Turbidité :

Au mois d’avril, sur l’ensemble du réseau étudié la turbidité est généralement plus importante qu’en sortie de station de traitement. Au mois de novembre, la turbidité est pratiquement analogue à celle en sortie de station de traitement durant les premières heures de transit de l’eau alors qu’elle double au niveau du réseau maillé. L’augmentation de la turbidité peut être expliquée par un apport de bactéries viables et non viables, par la présence des particules en suspension, par arrachage du biofilm lors de la circulation de l’eau...

 

Carbone Organique Dissous :

D’une façon générale, l’évolution de la matière organique est irrégulière dans le temps et dans l’espace, on note toutefois une tendance à la consommation du Carbone Organique Dissous pour les 2 périodes alors que le Carbone Organique Biodégradable (CODB) s’accroîtrait au mois d’avril et ne suit pas une tendance particulière au mois de novembre. Cette augmentation de CODB peut être due à la production par les bactéries du biofilm de métabolites.

 

Fer, manganèse et aluminium :

Les valeurs moyennes de ces paramètres sont pratiquement identiques à celles en sortie de station de traitement.

 

Trihalométhanes (THM) :

Au cours du transit de l’eau dans les canalisations, la concentration en THM est très variable dans le temps et dans l’espace. Les concentrations restent en général supérieures à celles en sortie de station de traitement.

 

Dénombrement bactérien :

De façon général, dès les premières heures de transit de l’eau, la flore totale et les bactéries hétérotrophes revivifiables (BHR) sont plus importantes qu’en sortie de station de traitement. (Cf. Histogramme 1 et 2).

 

Histogramme 1 : Evolution des bactéries hétérotrophes revivifiables au cours du transit de l’eau.

Histogramme 2 : Evolution des bactéries totales au cours du transit de l’eau.

SST : Sortie de station de traitement

Une prolifération des bactéries est observée au niveau de tous les quartiers de la ville de Bouznika par rapport à la sortie de station de traitement. On note des teneurs de 150 000 cellules/mL dont une fraction est vivante. La multiplication des bactéries dans l’eau est appréciable malgré la présence de l’oxydant. Selon Block et coll (6), la présence de BHR lorsqu’on s’éloigne de la sortie de station de traitement est le signe d’une contamination récente du réseau ou d’un arrachage du biofilm proche du point de prélèvement.

Concernant l’étude du biofilm, (Cf. histogrammes 3 et 4) les résultats obtenus indiquent que toutes les pastilles récupérées présentent une biomasse fixée et ce quelque soit la concentration en chlore résiduel libre. La technique de dénombrement par épifluorecence donne une quantité de bactéries par unité de surface pouvant atteindre des valeurs de 1. 10⁷ cellules /cm² dont environ 0,10 % sont revivifiables après 10 jours d’incubation à 22°C. La biomasse fixée aux parois des tubes de distribution est répartie d’une manière hétérogène en fonction des quartiers étudiés. Cette hétérogénéité provient probablement des forces de cisaillements qui s’exercent sur les parois et qui sont différentes suivant la vitesse de circulation de l’eau dans les canalisations (7).

 

 

Histogramme 3 : Biofilm en UFC/cm²

Histogramme 4 : Biofilm en cellules /cm²

IV - CONCLUSIONS

En conclusion, en comparaison avec des études réalisées dans le même cadre sur des réseaux pilotes (NANCIE, Compagnie Générale des Eaux - CGE) cette expérience réalisée sur un réseau réel de distribution a permis de confirmer l’instabilité de la qualité de l’eau dans le réseau de distribution. Les principaux paramètres impliqués dans ce phénomène sont les concentrations de chlore résiduel libre, la densité bactérienne, la charge en matière organique et la turbidité.

La prolifération des bactéries hétérotrophes revivifiables à 22 ° C est observée d’une manière significative au cours du transit de l’eau, aux dépends de la matière organique dissoute et ce en présence d’une concentration non négligeable en chlore résiduel libre.

Cette étude a permis de montrer l’existence d’un biofilm irrégulier et hétérogène sur les parois des canalisations d’un réseau réel maillé. On note que la présence de chlore résiduel libre à des teneurs parfois supérieures à 0,50 mg/L n’empêche pas la formation du biofilm. Paquin et coll ont montré que la diffusion de l’oxydant au sein de la biomasse fixée est faible.

BIBLIOGRAPHIE :

Coallier .J et al . La recroissance bactérienne dans les réseaux de distribution d’eau potable . Sciences et Techniques de l’Eau . 22, 63-72 (1989).

Dollard M.A et al. Diversités des populations bactérienne d’un réseau de distribution publique. Jounal Français d’Hydrogéologie 16, 287-299 (1985).

Bourbigot .M.M et al. La flore bactérienne dans un réseau de distribution . Water Res 18, 585-591 (1984).

Mathieu et al. Paramètres gouvernant la prolifération bactérienne dans les réseaux de distribution. Revue des Sciences de l’Eau 5, 91-112 (1992).

Mathieu et al. Control of biofilm accumulation in drinking water distribution system. Water Supply 11, 365-376.

Block et al. Indigenous Bacterial Inocula for measuring the biodegradable dissolved organic carbon (BDOC) in Water. Water Res. 26, 481-486. (1992).

Paquin et al. Effet du chlore sur la colonisation bacterienne d’un réseau expérimental de distribution d’eau. Revue des Sciences de l’Eau (1992).

Joret J.C et Levi . Y. Méthode d’évaluation du carbone éliminable des eaux par voie biologique Trib. Cebedeau, 510 : 39-3.